基因敲除细胞系怎么做？快速构建稳定敲除细胞系全流程解析

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稳定的基因敲除细胞系广泛应用于基础机制研究、药物靶点功能验证以及细胞治疗相关探索，其构建质量与效率往往直接影响课题进展与数据可信度。随着 CRISPR/Cas9 等基因编辑技术的成熟，基因敲除的技术门槛不断降低，但在实际操作中，从靶序列设计、编辑实施到稳定克隆的筛选与验证，每一个步骤仍存在不容忽视的关键细节。一旦把控不当，极易造成周期延长甚至实验失败。本文将基于实际操作经验，围绕稳定基因敲除细胞系构建过程中的核心要点进行系统梳理，帮助科研人员提升成功率、优化实验路径。



一、靶点与基因特性的前期评估
在稳定基因敲除细胞系的构建过程中，前期判断相当于项目启动前的“风险筛查”，其核心目的在于评估目标是否具备可操作性，从源头减少因基因属性不匹配而造成的时间与资源浪费。该阶段主要关注两个方面：目标基因对细胞生存的影响以及其在基因编辑层面的可行性。



评估目标基因是否影响细胞存活

并非所有基因都适合进行完全敲除。已有研究显示，约有一部分人类基因在细胞生长与存活中发挥关键作用，一旦发生双等位基因破坏，往往会引起细胞死亡或严重的增殖缺陷，从而难以获得稳定的敲除克隆。针对这类潜在风险，可在实验设计前借助公共功能基因数据库，对目标基因的必需性进行预测，同时参考相同或相近细胞系中是否存在成功敲除的报道，以此提高项目的可行性评估准确度。

源井生物EZ-editor™基因编辑工具

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评估结果展示

评估结果展示

其次需梳理基因基础信息

过权威基因注释数据库系统梳理目标基因的转录本组成、可变剪接情况及关键功能区域，从而避免靶序列落在非通用外显子上，造成仅部分转录本受到编辑的情况。同时还需关注基因的拷贝状态，对于存在多拷贝的目标，应确保各等位基因均被有效破坏，否则可能残留具有功能的蛋白表达。此外，应结合所选细胞类型对基因递送的敏感性提前评估实验难度，针对原代细胞或干细胞等转染效率较低的体系，需在方案设计阶段就明确合适的递送策略。



二、sgRNA设计思路与基因编辑方案选择
sgRNA 的设计水平在很大程度上决定了基因编辑的整体效果，其不仅关系到靶位点的切割效率，也直接影响潜在的非特异性编辑风险。在此基础上，结合目标基因特性制定合适的编辑策略，有助于进一步提高编辑成功率并增强实验结果的可控性。

sgRNA设计需遵循三大核心原则：

靶向关键功能域


优先选择基因编码区（CDS）的前1/3区域，尤其是第一、二外显子，确保编辑后引发移码突变，彻底破坏蛋白功能；

控制序列特性


GC含量维持在30%-70%，避免4个以上连续T碱基结尾，5'端优先为G或GG以提升转录效率，同时严格匹配PAM序列（SpCas9常用NGG）；

低脱靶风险

在 sgRNA 筛选阶段，可借助专业设计平台对潜在非特异性切割位点进行系统评估，优先选择特异性评分较高的候选序列，以降低脱靶带来的干扰风险。实践中，采用多条 sgRNA 同步设计往往能显著提高编辑成功率。由于单一靶序列可能受染色质结构或局部可及性限制而表现出较低活性，通常建议针对同一基因的不同外显子同时设计 2–3 条 sgRNA，并在细胞群体水平对编辑效果进行初步验证，从中筛选切割效率最优的靶点用于后续克隆构建。此外，采用双 sgRNA 联合编辑的方式可诱导目标基因片段的整体缺失，有助于获得更彻底的敲除效果。

源井生物依托CRISPR-U™基因编辑平台，搭建了sgRNA设计平台 —— 红棉·CRISPR基因编辑系统 ，结合1400+细胞系的海量敲除数据，优化靶点选择算法，同时采用双sgRNA协同切割与高通量编辑评估体系，使敲除效率较传统方案提升 10-20倍。

红棉系统

红棉·CRISPR基因编辑系统

三、基因编辑方式的合理选择
基因编辑策略是否与细胞体系相匹配，将直接影响递送效率、细胞状态以及整体实验周期。因此，在方案制定阶段，应综合考虑细胞类型特征与研究目标，选择最合适的编辑方式。

细胞系选择是基础

细胞系本身的生物学特性是影响编辑成功率的重要基础。若实验未对细胞系作出明确限定，可优先考虑常用模式细胞，如 HEK293T、HCT116 等，这类细胞生长稳定、转染效率较高，能够兼容化学转染、电穿孔等多种递送手段，操作灵活、周期相对可控。相较之下，原代细胞、免疫细胞或干细胞等体系通常对外源物质递送更为敏感，转染难度较大，此时可考虑采用病毒介导方式或 RNP 直接递送策略，以提高编辑效率，但相应地也需预留更充足的时间用于载体准备或病毒制备。此外，在进入正式筛选阶段前，应提前评估细胞对抗性筛选药物的耐受范围，合理设定工作浓度，避免因用量不当影响细胞存活。

递送方式与编辑体系需平衡效率与风险

在具体实施前，建议通过小规模预实验筛选最优递送方案。不同递送方式各具特点：化学转染适用于转染性能良好的细胞体系，操作简便、成本可控；电穿孔具备较高的递送效率，适用范围广，但需针对不同细胞优化参数，以降低对细胞活性的影响；病毒介导递送有利于实现长期稳定表达，适合后续持续培养和功能研究，但需注意随机整合带来的潜在风险。

在实际应用中，可根据不同细胞类型灵活组合多种递送思路，通过质粒递送、RNP 编辑或病毒体系等方式进行优化选择，并借助成熟载体资源与标准化流程，减少载体构建与递送环节所占用的时间成本。



四、单克隆筛选与扩增
在实际操作中，不少研究人员即便已经获得了理想的转染效率和明显的基因切割效果，仍难以成功建立纯合敲除的稳定细胞系，其关键瓶颈往往出现在单克隆分离阶段。由于初步编辑后的细胞群体通常同时包含完全敲除、部分突变以及未发生编辑的细胞，如果仅停留在细胞池（cell pool)水平进行实验，未被编辑的细胞或杂合突变细胞容易干扰表型观察，从而掩盖真实的敲除效应，导致实验结果不稳定。因此，对编辑后的细胞进行严格的单细胞分离并扩增，是获得可靠纯合敲除克隆的必要步骤。



高效筛选需遵循标准化流程

第一步是细胞池富集，转染48-72小时后，通过抗性筛选或荧光报告筛选，淘汰未编辑细胞，提升编辑细胞比例；

第二步是单细胞分离，常用有限稀释法与流式细胞分选（FACS）。



克隆培养与初筛需严控细节

单细胞培养2-3周后，对可见克隆进行编号与低代次传代，避免细胞漂移；提取基因组DNA后，通过PCR扩增+Sanger测序，快速鉴定突变类型，筛选纯合敲除候选克隆。

源井生物通过标准化单克隆筛选流程，结合基因型分析系统一键解析测序结果，大幅缩短初筛周期，同时并行培养多个候选克隆，降低后续验证失败风险。



五、稳定性验证

要确保基因敲除细胞系真正稳定，需验证其在多代传代后仍保持预期敲除效果，通常从 DNA、RNA 和蛋白三个层面进行综合评估，以避免假阳性。

DNA 层面
通过 PCR 扩增靶序列并进行测序，确认纯合敲除基因型保持稳定，无回复突变。对于多拷贝基因，还需确保所有等位基因均被有效编辑。

RNA 层面
利用 RT-qPCR 检测目标基因的 mRNA 表达水平。如出现明显下调且无异常剪接条带，说明突变转录本已被无义介导的 mRNA 降解系统清除。若发现异常条带，可进一步通过序列比对确认是否存在外显子跳跃产物。

蛋白层面
通过 Western Blot 验证目标蛋白表达，理想情况是野生型条带完全消失，无截短或融合蛋白残留。必要时可辅以免疫荧光或质谱分析进行进一步确认，但蛋白表达结果容易受多种因素影响，应综合判断。

此外，还应进行长期稳定性考察：在多代传代后重复以上验证，同时进行 STR 鉴定与支原体检测，确保细胞身份正确、无污染，并建立低代次冻存库，为后续实验提供可靠材料。



六、风险控制
基因敲除实验中存在多种潜在风险，尤其是难敲基因、致死基因的处理，合理的风险控制策略能显著提升整体效率。

源井生物目前提供超过 8000 种基因敲除细胞产品，实现快速交付的即用型解决方案，同时支持最快 4 周的定制化服务。结合全流程质控体系，这些服务可为高风险或关键项目提供可靠保障。



结语
快速构建稳定的基因敲除细胞系，核心在于对从靶点评估、编辑设计、筛选验证到风险控制的全流程进行精准管理。从前期识别和规避必需基因风险，到多条 sgRNA 的设计与编辑方式优化，再到单克隆分离及多层次验证，每一步都需兼顾科学严谨性与操作可行性。借助标准化流程、丰富现货资源和成熟的 CRISPR 平台技术，可有效缩短构建周期、提升敲除成功率，为科研项目的高效推进提供坚实支撑。